Extracción de larvas de helmintos
El ciclo de vida de numerosas especies de helmintos no está completamente estudiado o bien, para muchas de ellas se desconoce totalmente. Sin embargo, el estudio de las fases larvarias es importante desde los puntos de vista biológico y taxonómico. El conocimiento de los ciclos de vida de estos parásitos brinda información integral sobre los factores y condiciones que determinan su desarrollo y establecimiento en el medio, además de que las larvas son una fuente adicional de caracteres que han probado ser útiles en los sistemas de clasificación taxonómica (véase Yamaguti, 1971l. Por ello, resulta indispensable conocer los métodos más comúnmente empleados para la revisión de los posibles huéspedes intermediarios involucrados en los diversos ciclos ontogénicos.
Parte 1. Cercarias de caracoles
1. Con propósitos didácticos, colectar sólo entre 15 y 20 caracoles en algún embalse, arroyo o estanque, tomándose los datos correspondientes (Iocalidad, geoposición, fecha y colector) en la zona de colecta. Transportarlos al laboratorio con un poco de agua del medio.
2. Colocar en cada frasco de 10 ml tres caracoles con un poco de agua declorinada (una gota de solución saturada de tiosulfato de sodio por cada litro de agua), cubriendo la boca de cada frasco con gasa sujeta con una liga.
3. Exponer el conjunto de frascos durante 12 horas a la luz de una lámpara (40 a 60 watts); transcurrido este tiempo revisar el contenido bajo el microscopio estereoscópico; si en un frasco se detectan parásitos, se debe separar cada caracol en un frasco independiente, repitiendo la exposición a la luz durante otras 12 horas.
4. Verter el agua contenida en cada frasco positivo a cercarias en una caja de Petri para su revisión bajo microscopio.
5. Separar las cercarias con ayuda de una pipeta Pasteur y montarlas en una preparación temporal con agua del medio entre porta y cubreobjetos. Observar bajo el microscopio compuesto para identificar su morfología. Se recomienda realizar esquemas de sus observaciones.
6. Fijar una parte de las cercarías que se obtengan con formol a 14% caliente y transferirlas a un vial con su etiqueta respectiva, para posteriormente teñirlas con carmín clorhídrico.
7. Colocar los caracoles negativos (que no liberaron cercarias) y algunos positivos entre dos placas de vidrio,aplicándoles una presión ligera para retirar la concha y posteriormente comprimir el cuerpo del molusco entre los vidrios para la búsqueda bajo el microscopio estereoscópico de los diferentes estadios larvarios.
8. Colectar las larvas (redias y esporocistos) con ayuda de pinceles y colocarlas en una caja de petri con un poco el agua del medio para elaborar preparaciones semipermanentes de estos estadios, identificando estructuras y tipo de larva. Se recomienda hacer esquemas.
Parte 2. Cistacantos en cucarachas
1. Colectar cucarachas grandes, preferentemente en los alrededores de mercados públicos o rastros, un día o dos antes de la práctica y mantenerlas en un frasco de vidrio con tapa.
2. Anestesiar a los insectos introduciendo al frasco un algodón impregnado de cloroformo; una vez inmóviles, retirarlas del frasco y colocarlas en una caja de petri grande. Disecar un ejemplar con ayuda de tijeras (bisturf) y unas pinzas finas, practicando una incisión ventral en la región media del cuerpo; retirar los órganos internos para revisarlos bajo el microscopio estereoscópico, al igual que la cavidad del cuerpo en busca de cistacantos.
3. Si el insecto está parasitado, colectar los gusanos y colocarlos en un vial con agua destilada a 4ºC durante 12 horas para lagar la eversión de la proboscis.
4. Fijar en formol a 14% caliente y mantener en viales con alcohol al 70% y su etiqueta respectiva para posteriormente procesarlos e identificarlos.
Parte 3. Larvas asociadas a músculo de peces
1. Obtener filetes de la musculatura esquelética de ambos lados del cuerpo de los peces, procurando no dejar adheridas al esqueleto porciones grandes de ésta.
2. Eliminar la piel unida al músculo
3. Cortar finamente cada paquete muscular para obtener porciones delgadas de aproximadamente 7-8 cm de largo. Si se dispone de un molino de carne, ésta puede molerse con la abertura de maya estándar.
4. Colocar una o dos porciones finas de musculatura sobre una placa de vidrio y cubrirlas con otra de igual grosor, ejerciendo una ligera presión.
5. Observar las placas a contraluz, sobre una lámpara con foco de 60 watts, auxiliados con lente de aumento.
6. Revisar a contraluz la piel y el esqueleto.
7. Colectar los helmintos encontrados dilacerando la musculatura con agujas de disección y fijarlos con formol a 14% caliente
Parte 4. Larvas en sangre
1. Para la búsqueda de helmintos en sangre, particularmente larvas (microfilarias) de nematodos, utilizar la técnica de frotis:
2. Colocar una gota de sangre en el extremo de un portaobjetos y deslizar un segundo portaobjetos para distribuir la gota de sangre y extenderla sobre la superficie, es importante mantener el segundo portaobjetos en un ángulo de 45°.
3. Dejar secar durante 10 minutos.
4. Fijar el frotis con alcohol metílico durante 3 a 5 minutos y dejar secar.
5. Teñir con giemsa para una mejor observación.
NOTA: Es muy importante considerar a toda muestra sanguínea como potencialmente peligrosa
